Методы отбора проб крови

Сергей Ушаков, кандидат ветеринарных наук, технолог ЗАО «Консул»

Кровь – жидкая ткань организма, выполняющая ряд функций, одной из которых является транспортная. Осуществляя в организме транспорт химических веществ, происходит интеграция биохимических процессов в различных клетках и межклеточных пространствах в единую систему. Правильно отобранные образцы крови предоставляют возможность мониторинга нозологического профиля поголовья, уровня метаболических процессов, обеспеченности организма витаминами, минералами, незаменимыми аминокислотами и т.д. Для получения достоверных результатов необходимо свести к минимуму возможность появления артефактов, обусловленного нарушением правил отбора проб крови, ее стабилизирования и транспортировки.

Иглы перед взятием крови от каждого животного обязательно стерилизуют кипячением, либо применяют стерильные. Оптимальным вариантом является использование шприц-пробирок или вакуумных пробирок. При их использовании кровь не контактирует с внешней средой, т.е. остается асептической и не подвергается окислению кислородом воздуха, тем самым предупреждается агрегация тромбоцитов и образование сгустков в образцах, предназначенных для полного определения клеточного состава крови. Место пункции необходимо обработать 70%-ным спиртовым раствором или 3%-ным раствором карболовой кислоты. При заборе крови нужно следить, чтобы она стекала по стенке в пробирку струей, а не каплями. Кровь, взятая каплями и вспененная, быстрее гемолизируется и часто дает неправильные результаты показаний при лабораторных исследованиях.

Таблица 1. Влияние гемолиза на результаты исследований биохимических компонентов сыворотки крови

Существует несколько способов отбора проб крови у свиней. Среди них можно выделить:

Из ушной вены и вены хвоста

Данный способ подходит, если необходимо отобрать небольшое количество крови (2-3 мл). Для асептического отбора используется шприц с иглой толщиной 0,8 мм (типа Луер), и отбор крови осуществляется при внутривенном введении иглы, в противном случае происходит бакобсемененность образца. Вены уха свиньи, как правило, расположены в трех точках уха и легко различимы. Одна вена располагается вдоль внешнего края уха, другая – посередине, третья – около 2 см от медиального края. Хвостовые вены находятся в вентральной части хвоста. Для этого способа взятия крови требуются иглы 0,8х25 мм.

После отбора крови необходимо удалить иглу, а место пункции пережать лещеткой, лигатурой или большим пальцем руки на 2-3 минуты. Опасность метода состоит в том, что лигатура может произвольно соскочить и произойдет обескровливание организма животного.

Из яремной вены

Это безопасный и быстрый способ отбора крови, требующий правильной фиксации животного. Для этого используют металлическую петлю или веревку, при помощи которых животное фиксируется в стоячем положении. При фиксации голова поросенка должна быть поднята вверх таким образом, чтобы шея образовала прямую линию, а кожа была натянута.

Отбор крови производят с правой стороны (при дыхательной недостаточности, развивающейся у свиней при пневмонии или плевропневмонии возможно при введении иглы повреждение левого диафрагмального или блуждающего нерва, поэтому рекомендуется введение иглы справа). Точка пункции находится на краю плечеголовной мышцы – внешнего края яремного желоба, на линии между краем плечевого сустава и рукояти грудной кости (рис 1, 2). Вторая линия проходит от рукояти грудной кости к основанию уха. Глубина прокола для взрослых животных составляет от 75 до 100 мм, для маленьких поросят – 40-75 мм.

Рис. 1. Поверхностные мышцы шеи свиньи

Рис. 1.1. Сеть венозных сосудов шеи

Рис. 2. Место пункции яремной вены

Рис. 3. Забор крови из яремной вены

После введения иглы под кожу поршень шприц-пробирки необходимо отвести назад для создания в ней отрицательного давления. Игла вводится в дорсомедиакаудальном направлении (рис. 3). Когда кровь начинает поступать в пробирку, необходимо следить, чтобы она не вспенивалась, не капала, не билась о дно, а плавно стекала по стенке – с целью предупреждения гемолиза эритроцитов.

Если игла с первого раза не попала в яремную вену, ее необходимо отвести назад и вводить в слегка измененном произвольном направлении. Если и в этот раз цель не достигается, иглу необходимо заменить. При наличии кровотечения после извлечения иглы, место пункции необходимо прижать большим пальцем руки до ее полной остановки.

Из краниальной полой вены

Свиней массой <20 кг фиксируют в спинном лежачем положении, передние конечности фиксируются вдоль туловища, а голова вытягивается вперед (рис 4).

Рис. 4. Забор крови из краниальной полой вены

Для маленьких поросят требуется игла 0,8х40 мм, для взрослой свиньи – 1,2х100 мм. Точка пункции находится вблизи рукояти грудной кости в области первого ребра. Игла должна вводиться медленно вниз перпендикулярно телу между двумя первыми ребрами. Шприц вводится с небольшим вакуумом, как игла достигает полой вены, кровь будет поступать в шприц. Если кровь не поступает после первого введения, игла должна быть отведена назад и перенаправлена. Выводить иглу из полой вены необходимо, создав предварительно отрицательное давление.

Данный способ забора крови используется крайне редко ввиду возможных осложнений: гемоторракс, тампонада сердца, дыхательная недостаточность, прокол сонной артерии. Как правило, наблюдается до 10% отхода поросят, у которых кровь берется из краниальной полой вены. Поэтому более предпочтительным способом является забор из яремной вены.

Орбитального венозного синуса

Техника взятия крови складывается с фиксации животного: маленьких поросят фиксируют в лежачем брюшном или спинном положении, взрослых свиней фиксируют петлей за верхнюю челюсть и привязывают к станку. Игла вводится до упора со стороны внутреннего угла глаза, через третье веко по направлению к противоположному локтевому бугру. Затем иглу отводят немного назад, и кровь набирается в шприц или пробирку. У взрослых свиней орбитальный синус немного смещается книзу, что необходимо учитывать при введении иглы. Если после введения иглы кровь не идет в течение 5-7 секунд, ее необходимо поменять на новую.

В некоторых случаях попадаются стресс-восприимчивые животные, это проявляется агрессией, сильно выраженными оборонительными действиями и усиленным визгом. В таком случае животное необходимо отпустить, обливать холодной водой на протяжении 10 мин и изолировать до прихода в нормальное состояние.

Для стабилизации крови можно использовать гепарин, цитрат натрия, ЭДТА и т.д. Лучше всего подходит ЭДТА и гепарин. Недостаток гепарина состоит в том, что в его присутствии лейкоциты окрашиваются хуже (предположительно вследствие связывания гепарина с клетками крови) и агрегация тромбоцитов сильнее, чем в случае применения ЭДТА. Необходимо также учитывать влияние антикоагулянта на биохимические (при биохимическом анализе плазмы крови) и общие клинические показатели крови (Табл. 2).

Таблица 2. Влияние антикоагулянтов на биохимические показатели крови

Брать кровь необходимо по возможности утром, до кормления животных. Голодание в течение ночи у животных с однокамерным желудком предотвращает возникновение липемии, которая может затруднить определение белков плазмы, фибриногена и гемоглобина. Примерно 25,4% ошибочных результатов при лабораторной диагностике связаны с несоблюдением правил отбора проб, 46% – хранения и транспортировки и 28,6% приходится на внутрилабораторные ошибки.

Для получения наиболее достоверных результатов пробы крови необходимо отправлять в лабораторию свежие (хранение неразделенной крови не более 2-х часов). При невозможности выполнить это требование необходимо как можно скорее отделить сыворотку от форменных элементов (в течение 1-2 часов), поскольку большинство ферментов (аланинаминотрансфераза, аспартатаминотрансферата, лактатдегидрогеназа, щелочная фосфатаза), а также калий, фосфор, медь - в высоких концентрациях содержатся в форменных элементах и диффундируют в сыворотку. Поэтому хранение неразделенной сыворотки и гемолиз приводят к высвобождению этих ферментов в сыворотку из клеток крови и завышению отдельных биохимических параметров. Глюкоза в этом случае наоборот убывает примерно на 10% в час за счет гликолитических процессов, протекающих в эритроцитах, а также убывает концентрация хлоридов, которые накапливаются в эритроцитах.

Транспортировать отделенную сыворотку в лабораторию при условии, что она будет исследована на следующий день, необходимо в термобоксе, при температуре 4-8^оС, исключая воздействие света и тепла. Если сыворотка будет исследована позже, в течение недели или на следующей неделе, ее необходимо заморозить при -20^оС и исследовать сразу же после разморозки.

Таким образом, если целью отбора крови является получение достоверных результатов, необходимо четко следовать методическим требованиям при отборе, хранении и транспортировке проб. В современных условиях (насыщенности ветеринарной программы, удаленности лаборатории от производства, отсутствия необходимого инвентаря и оборудования) этого сделать практически невозможно. Поэтому при интерпретации полученных из лаборатории результатов, необходимо учитывать все факторы, которые могут на них повлиять. Четкой границы, дифференцирующей патологию от физиологической нормы, у свиней не существует. На полученные из лаборатории результаты можно ориентироваться, но 100% им доверять нельзя.

Литературные источники

Ветеринарная клиническая патология/ Джексон М. – 384 с.
Мейер, Д. Ветеринарная лабораторная медицина. Интерпритация и диагностика /Д. Мейер, Дж. Харви // Перевод с англ. – М.: Софион, 2007. – 456 с.
Schweinekrankheiten / K. Heinritzi, H.R. Gindele, G. Reiner, U. Schnurrbusch / Verlag eugen ulmer Stutgart. – 2006. – 480 p.
Swine Nutrition Guide: 2 nd / Y.F. Patience et all. – 2001. – 271 p.